Что значит физиологические признаки

Физиологические признаки

Смотреть что такое «Физиологические признаки» в других словарях:

ФИЗИОЛОГИЧЕСКИЕ ФОРМЫ РАСТЕНИЙ — новые формы растений, появляющиеся в результате изменения концентрации химических элементов в среде. У физиологических форм растений изменяются физиологические функции (фотосинтез, рост, развитие и др.), в то время как внешние морфологические… … Экологический словарь

Физиологические и биохимические свойства лучистых грибков — Лучистые грибки очень неразборчивы в выборе пищи. Они могут развиваться на скалах, где имеются только ничтожные количества питательных веществ, в грунтах, содержащих углеводороды, и в почвах, разлагая при этом гумусовые вещества,… … Биологическая энциклопедия

Признаки беременности — Раннее диагностирование беременности и определение её срока важно не только с точки зрения акушерства, но и из за того, что анатомические, физиологические и гормональные изменения[1], которые наступают после зачатия, могут оказывать существенное… … Википедия

Физиологические действия, состояния и процессы, их признаки — Имена существительные БЕСПА/МЯТСТВО, бесчу/вствие, забытьё, о/бморок. Внезапная потеря сознания, вызываемая болезненным состоянием или сильным душевным потрясением. ГО/ЛОД, аппети/т. Сильное желание есть, острое ощущение… … Словарь синонимов русского языка

Диагностические признаки скрываемой причастности человека к преступлению — Признаки изменения поведения виновных и невиновных лиц при контактах с сотрудниками ПОО образуют две основные группы: вербальные реакции и невербальные реакции. Вербальные (словесные) реакции лиц, дающих ложные объяснения, подразделяются на два… … Энциклопедия современной юридической психологии

Наркотические свойства трамадола — Содержание 1 Краткое описание медицинских свойств 2 Правовой статус … Википедия

Изменчивость — (биологическая) разнообразие признаков и свойств у особей и групп особей любой степени родства. И. присуща всем живым организмам, поэтому в природе отсутствуют особи, идентичные по всем признакам и свойствам. Термин «И.» употребляется… … Большая советская энциклопедия

наследственность — Категория. Эволюционный опыт предыдущих поколений живых организмов, запечатленный в генетическом аппарате. Специфика. Хранение, воспроизведение и передача наследственной информации происходит посредством дезоксирибонуклеиновой (ДНК) и… … Большая психологическая энциклопедия

Психофизиологическая проблема — вопрос об активном системном взаимодействии тела и психики. Исторически сложившийся научный спор о роли тела и психики в жизни человека, а также их взаимосвязи. Существуют различные взгляды на то, как соотносятся тело и психика, однако, данный… … Википедия

Пол — I совокупность генетически детерминированных признаков особи, определяющих ее роль в процессе размножения. Развитие признаков мужского (обозначают знакома Марса ♂ ) и женского (знак Венеры ♀ ) полов определяется хромосомными наборами (см.… … Медицинская энциклопедия

Источник

Митральная регургитация. Причины, симптомы, диагностика и лечение регургитации митрального клапана.

1. Что такое регургитация митрального клапана?

​Регургитация митрального клапана характеризуется неестественным потоком крови из левого желудочка в левое предсердие во время систолы – сокращения сердечной мышцы.

При правильной работе сердечного клапана кровь движется из предсердия в желудочек. На фоне ревматической лихорадки, расширения кольца митрального клапана, ишемической дисфункции сосочковых мышц и других неблагоприятных факторов направление движения крови меняется в обратную сторону.

Согласно статистическим данным, митральной регургитации подвержены около 70% населения земного шара. Незначительные проявления этого патологического процесса могут встречаться даже у абсолютно здоровых людей.

2. Почему возникает митральная регургитация?

Выделяют две основные формы митральной регургитации: хроническую и острую. Рассмотрим более подробно их различия и особенности протекания.

3. Симптомы заболевания

Для хронической митральной регургитации характерно отсутствие симптомов на протяжении многих лет. Как правило, больные долгое время не знают о заболевании сердца, признаки которого проявляются постепенно. Острая форма регургитации гораздо серьезнее и сопровождается такими же симптомами, как кардиогенный шок и острая сердечная недостаточность.

Перечислим основные симптомы регургитации митрального клапана:

При обнаружении хотя бы двух вышеотмеченных симптомов обязательно обратитесь к хорошему кардиологу. Возможно, вам требуется немедленного лечения.

4. Диагностика и лечение регургитации митрального клапана

Диагностика регургитации митрального клапана может включать в себя:

Эти тесты позволяют не только выявить митральную регургитацию, но и определить степень митральной недостаточности. Полученная в ходе исследования информация является основой, на которой базируется дальнейшее лечение.

Выбор способа лечения регургитации митрального клапана зависит в первую очередь от формы заболевания, а также от степени его прогрессирования. К примеру, в хронических случаях врачи чаще всего назначают постоянное наблюдение за состоянием сердца больного и прием специальных медикаментозных средств для устранения симптомов болезни. К таким препаратам можно отнести:

При необходимости врач может рекомендовать операцию для восстановления или замены митрального клапана. Пациентам с митральной регургитацией необходимо кардинально изменить свой образ жизни для того, чтобы уменьшить нагрузку на сердце. Врачи рекомендуют избегать сильных физических нагрузок и эмоциональных переживаний, вести здоровый образ жизни и правильно питаться.

Источник

Патологии роговицы: причины, симптомы, лечение

Роговой оболочкой, или роговицей, называют переднюю выпуклую прозрачную часть глаза, обеспечивающую светопреломление. Для безошибочного выполнения своих функций она должна быть прозрачной. Поэтому любые повреждения, вызывающие помутнение роговицы, существенно ослабляют зрение.

Что называют патологиями роговицы?

Патологии роговицы, которые составляют четвертую часть всех заболеваний глаз, являются основными причинами снижения остроты зрения и слепоты. Они характеризуются большим разнообразием.

В большинстве случаев диагностируются кератиты – воспалительные процессы в роговице. Кератит может быть бактериальными, вирусным, грибковым, туберкулезным, сифилитическим, герпетическим, бруцеллезным, малярийным, аллергическим, инфекционно-аллергическим, обменным, нейропаралитическим.

К дистрофическим патологиям роговицы принадлежат кератомаляция, кератоконус, кератоглобус, эмбриотоксон, буллезнаякератопатия, эрозии, рубцы. Микрокорнеа и макрокорнеа – болезни, изменяющие размер роговой оболочки.

Кератомаляция характеризуется «молочным» помутнением роговицы, которое в течение суток может захватить все ее слои. При этом роговая оболочка разрушается, что приводит к выпадению внутренних структур глаза. Все процессы происходят совершенно безболезненно.

Кератоконус – наследственная болезнь, вызывающая истончение и дистрофию роговицы (она вместосферической становится конической), что приводит к необратимым искажениям в оптической системе глаза.

Кератоглобус – генетически обусловленное заболевание, при котором наблюдается шарообразное выпячивание всей роговицы вперед.

Эмбриотоксон – помутнение роговой оболочки в виде кольца, напоминающее старческую дугу.

Микрокорнеа – патологическое состояние, при котором диаметр роговицы существенно (более чем на миллиметр) уменьшается. Для макрокорнеа, наоборот, характерно увеличение роговицы (более чем на миллиметр). Эти две болезни могут привести к повышению внутриглазного давления и развитию глаукомы.

Нередко наблюдается совместное поражение роговицы и конъюнктивы, что приводит к развитию кератоконъюнктивитов.

Причины патологии роговицы

Все патологические изменения роговицы подразделяются на врожденные (первичные) и приобретенные (вторичные). Врожденные аномалии обычно дают о себе знать в детском возрасте и быстро прогрессируют.

В зависимости от причины они могут быть воспалительными и дистрофическими.

Патология роговицы может развиваться в результате воздействия разнообразных факторов:

Признаки аномалии роговицы

Патологические изменения в роговице сопровождаются:

Со временем эпителий начинает разрушаться и отслаиваться, формируя эрозии и язвы.

Любое заболевание роговой оболочки сопровождается образованием инфильтрата, который может исчезнуть бесследно либо оставить после себя помутнение.

В зависимости от степени помутнения различают:

Диагностика патологий роговицы

Чтобы не допустить серьезных последствий, необходимо правильно диагностировать болезнь и назначить адекватное лечение.

Для постановки диагноза пациента направляют на:

Лечение патологии роговицы

При патологиях роговицы возможно медикаментозное лечение, физиотерапевтическое и хирургическое.

Медикаментозное лечение патологий роговицы включает применение:

Возможно также использование физиотерапевтических процедур: электрофореза, лазеротерапии.

Но в большинстве случаев консервативная терапия, а также коррекция зрения с помощью очков и контактных линз оказываются бесполезными. Поэтому врач прибегает к хирургическому лечению, которое может проводиться путем кератэктомии или кератопластики.

Кератэктомия применяется только для удаления небольших поверхностных помутнений роговицы, расположенных точно в центре роговицы.

В основном применяют кератопластику. Она предполагает частичную или полную замену поврежденных слоев роговой оболочки трансплантатом, полученным от донора либо искусственным. В результате хирургического вмешательства устраняются дефекты роговицы, восстанавливаются ее форма, свойства и работоспособность.

Операция рекомендуется при кератоконусе, дистрофических поражениях, тяжелых травмах, термических и химических ожогах.

Различают несколько разновидностей кератопластики:

Чаще всего операцию проводят с помощью лазера. Лазерный луч делает точные разрезы на роговицах донора и пациента, что гарантирует отсутствие ошибок, сводит к минимуму болезненные ощущения и продолжительность реабилитационного периода.

Оперативная офтальмология в основном применяет фемтосекундный лазер, названный так за свою скорость (одна фемтосекунда равняется 10-12 секундам). Он способствует образованию микропузырьков, состоящих из углекислого газа и воды. Под воздействием пузырьков ткань роговицы мягко разъединяется и делает разрез, который точно соответствует необходимой форме и размерам.

Кератопластика выполняется в амбулаторных условиях с применением общего или местного наркоза. После операции пациент возвращается домой.

Швы снимают спустя 6-12 месяцев после проведения операции. Реабилитация занимает около года. Из-за того, что в роговице отсутствуют сосуды, она быстро подвергается патологическим процессам и медленно восстанавливается.

В 90% случаев после кератопластики удается вернуть прозрачность роговице и существенно улучшить зрение.

Источник

Что значит физиологические признаки

Исследование «всего тела» заключается в сканировании пациента от уха до верхней трети бедра. Т.е. в область исследования будут включены голова (частично, от козелка уха, без захвата головного мозга), шея, органы грудной полости, брюшной полости, малого таза и костная система (без верхних и нижних конечностей).
Сканирование нижних конечностей проводится за дополнительную плату.

Вопрос №2. Что такое радиофармпрепарат?

Радиофармпрепарат (РФП) – это соединение, состоящее из специального вещества и радионуклида (изотопа, радионуклидной метки). Специальное вещество отвечает за то, в каком органе накопится РФП, а радионуклидная метка позволяет врачу-диагносту увидеть это накопление на изображении.

В настоящее время для производства РФП используется очень широкий спектр как специальных веществ, так и радионуклидных меток. Во всем мире самым часто используемым у онкологических больных соединением специального вещества и радионуклидной метки является 18 F-фтордезоксиглюкоза ( 18 F-ФДГ). В данном соединении 18 F выполняет функцию радионуклидной метки, ФДГ – специального вещества.

Вопрос №3. Что такое физиологическое накопление РФП?

Физиологическое накопление (гиперфиксация) РФП – это повышенное накопление РФП, определяющееся в различных органах и системах в норме.

Физиологическое накопление наблюдается при исследованиях со всеми РФП: 18 F-ФДГ, 11 С-холином, 11 С-метионином, 68 Ga-ПСМА и т.д. В зависимости от типа РФП меняется лишь местоположение физиологической гиперфиксации. Например, при ПЭТ и ПЭТ/КТ с самой часто используемой 18 F-ФДГ физиологическое накопление РФП определяется в коре головного мозга, ротоглотке, носоглотке, мышцах гортаноглотки, миокарде левого желудочка, чашечно-лоханочных системах почек, фрагментарно по ходу петель толстой кишки, мочевом пузыре.

Физиологическое накопление 18 F-ФДГ в коре головного мозга.

Физиологическое накопление 18 F-ФДГ в ротоглотке.

Физиологическое накопление 18 F-ФДГ в мышцах гортаноглотки.

Физиологическое накопление 18 F-ФДГ в миокарде левого желудочка.

Физиологическое накопление 18 F-ФДГ в чашечно-лоханочных системах почек.

Физиологическое накопление 18 F-ФДГ по ходу петель толстой кишки.

Физиологическое накопление 18 F-ФДГ в мочевом пузыре.

Вопрос №4. Что такое патологическое накопление РФП?

Патологическое накопление РФП – это повышенное накопление РФП в органах и тканях, регистрирующееся при заболеваниях, чаще всего в злокачественных опухолях.

Данные ПЭТ/КТ с 68 Ga-DOTA-TATE у пациента с нейроэндокринной опухолью тощей кишки. В проекции злокачественной опухоли, расположенной в тощей кишке, определяется очаг патологической гиперфиксации РФП.

Данные ПЭТ/КТ с 11 С-холином у пациента с раком предстательной железы. Состояние после простатэктомии. В костях скелета визуализируются множественные очаги патологического накопления РФП (метастазы).

Данные ПЭТ/КТ с 68 Ga-ПСМА у пациента с местным рецидивом рака предстательной железы. Состояние после лучевой терапии. В левых отделах предстательной железы определяется очаг патологического накопления РФП.

Вопрос №5. Что такое метаболически активное и метаболически неактивное образование?

Метаболически неактивное образование – это образование, которое не накопило РФП. Чаще всего отсутствие повышенного накопления РФП в опухоли свидетельствует о ее доброкачественной природе.

Метаболически активное образование – это образование, в котором накопился РФП в повышенном количестве. Повышенное накопление РФП в опухоли чаще всего свидетельствует о ее злокачественном характере.

Данные ПЭТ/КТ с 11 С-метионином у больного с метаболически активным образованием корня левого легкого (типичный карциноид).

Вопрос №6. Что такое SUV?

SUV (Standardized Uptake Value, стандартизированный уровень захвата) – это величина, отражающая интенсивность накопления РФП в зоне интереса, например, в опухоли.

Показатель SUV рассчитывается программным комплексом автоматически и измеряется в различных единицах. В нашем Центре, как и в большинстве отечественных и зарубежных медицинских учреждений, где проводится позитронная эмиссионная томография, в качестве единиц измерения показателя SUV принято использовать г/мл (g/ml).

Данные ПЭТ/КТ с 18 F-ФДГ. Оконтуривание метаболически активной злокачественной опухоли левого легкого для измерения показателя SUV. В данном случае величина SUV в опухоли определяется на уровне 13,52 g/ml.

Вопрос №7. Для чего используется величина SUV?

Величина SUV в основном используется для оценки ответа злокачественной опухоли на проведенное лечение. Важно подчеркнуть, что в ряде клинических ситуаций показатель SUV в опухоли является единственным критерием, позволяющим оперативно получить информацию о чувствительности образования к только что начатой терапии.

Если опухоль чувствительна к лечению, то уровень SUV в ней при повторном ПЭТ-исследовании будет снижаться, если нечувствительна или малочувствительна (резистентна, устойчива) – значение SUV останется без изменений или увеличится. Следует помнить, что своевременная диагностика устойчивости опухоли к лечению позволит скорректировать план лечения, а в некоторых случаях и радикально его изменить.

Как уже было сказано выше, для оценки эффективности терапии врач-радиолог оценивает динамику показателя SUV до и после лечения.

Существует четыре варианта метаболического ответа опухоли на проведенное лечение:

Результаты ПЭТ с 18 F-ФДГ у пациента с диффузной В-клеточной крупноклеточной лимфомой до лечения (а), после 2 курса ПХТ (б) и через 13 месяцев после окончания терапии (в).

а – до лечения в средостении визуализируется массивное метаболически активное образование с уровнем SUV=12,6;
б – после 4 курса ПХТ отмечается значительное уменьшение метаболического объема опухоли и снижение показателя SUV до 3,4 (достигнут частичный метаболический ответ, т.е. опухоль чувствительна к выбранной ПХТ);
в – через 13 месяцев после окончания ПХТ очагов патологической гиперфиксации РФП в проекции органов средостения не обнаружено (достигнут полный метаболический ответ).

Источник

ГК «Униконс»

Продвижение и реализация комплексных пищевых добавок, антисептиков и др. продукции.

«Антисептики Септоцил»

Септоцил. Бытовая химия, антисептики.

«Петритест»

Микробиологические экспресс-тесты. Первые результаты уже через 4 часа.

«АльтерСтарт»

Закваски, стартовые культуры. Изготовление любых заквасок для любых целей.

ВНИМАНИЕ: Уважаемые клиенты и дистрибьюторы!

12. ФИЗИОЛОГИЧЕСКИЕ ПРИЗНАКИ

Совокупность характеристик, отражающих по­требности дрожжевых организмов в определенных физи­ко-химических условиях среды, относят к физиологиче­ским признакам. Из этих признаков для целей идентифи­кации используют следующие: спо­собность к сбраживанию сахаров до углекислого газа и этанола в анаэробных усло­виях (брожение), усвоение безазотистых источников угле­рода путем их окисления в аэробных условиях (ассимиля­ция), потребление различных источников азота, рост на среде без витаминов, максимальные для роста температу­ры, способность расти при повышенном осмотическом дав­лении среды и пр. В технологическом смысле все перечис­ленные свойства имеют большее или меньшее значение.

Общими требованиями при проведении физиологиче­ских тестов являются использование при этом свежих (обычно 1–2-суточных) активно растущих культур дрож­жей, высокоочищенных препаратов веществ, не содержа­щих примесей, которые могут обусловить ложные резуль­таты, и культивирование организмов при оптимальных для их роста температурах.

12.1. ОПРЕДЕЛЕНИЕ ИНТЕНСИВНОСТИ БРОЖЕНИЯ И ДЫХАНИЯ

Уровни интенсивности дыхания (Q_O2) и интен­сивности брожения (Q_CO2) измеряют у молодых клеток, ис­следуемых на одной стадии развития, культивируемых на одной и той же синтетической среде, содержащей глюкозу и полной с точки зрения содер­жания мине­ральных и азот­содержащих веществ, а также витаминов. Измерения про­изводят на при­боре для опре­деления энергии дыхания и брожения микроорганизмов Одинцовой (рис. 28) или ма­нометрическим способом на аппарате Варбурга (рис. 29) для газообмена.

Рис. 28
Прибор Одинцовой:

1 – бродильный сосуд; 2 – соедини­тельная трубка; 3 – бюретка;
4 – уравнительный сосуд; 5 – трехходо­вой кран.

Рис. 29
Аппарат Варбурга:

а – исходное положение манометра; б – из­мер­ение интенсивности дыха­ния;
в – изме­рение интенсивности брожения.

В аппарате Варбурга и в приборе Одинцовой газомет­рическая часть состоит из тонких стеклянных трубок с делениями, снабженных при­шлифованными кранами, по­зволя­ющими регистрировать выделяющийся углекислый газ (брожение) и поглощение кислорода (дыхание) дрож­жами определенной массы в течение короткого времени.

Подготовка культуры. Чашки Петри с богатой пита­тельной средой (сусло-агар с 0,3% дрожжевого автолизата) засевают эксперименталь­ными расами.

Через 5–7 суток культи­вирования в термостате посев смывают с чашек стерильной водой, отфильтровывают и промывают также водой на воронке Бюхнера, затем от­прессовывают между листи­ками фильтровальной бума­ги, и берут по весу для приго­товления суспензии.

Для определения дыхания используют 0,5% отпрес­сованных дрожжей и одно­процентный раствор сахара (можно готовить из суспензии, приготовленной для опре­деления брожения).

Длительность опытов – 2 ч при температуре 28°С.

Дрожжи по этим показателям различаются:

Для характеристики истинных бродильных свойств различных рас производственных дрожжей используют коэффициент – отношение интенсивности брожения к интен­сив­ности дыхания (Q_CO2/Q_O2). Чем выше этот пока­затель, тем выше энергия брожения расы дрожжей в оп­ределенных условиях.

Работая на этих аппаратах, удобно вести исследования по влиянию условий культивирования дрожжей и воздей­ствию факторов роста и активаторов брожения.

Процентное содержание дыхательного фермента клет­ки изменяется в зависимости от степени аэрации питатель­ной среды. В противоположность этому интенсивность сбра­живания является относительно постоянной в течение все­го периода брожения и снижается только к его концу, когда число живых клеток уменьшается. Интенсивность сбраживания выражают в мм 3 газа на 1 мг дрожжей в час.

Лафон разделил дрожжи по этому признаку на шесть групп.

12.2. СБРАЖИВАНИЕ САХАРОВ

Для описания и идентификации микроорганиз­мов широко используют некоторые особенности их обмена веществ, выявляемые по способности изучаемого организ­ма расти на принятых в настоящее время диагностических средах и вызывать те или иные превращения веществ, вхо­дящих в состав этих сред. Эмпирически давно отмечено, что немало характеристик дрожжей, в том числе и физио­логических, взаимосвязаны. Подобные корреляции полез­но помнить, так как они могут служить дополнительным контролем и предостеречь от грубых ошибок. Примени­тельно к сбраживанию сахаров наиболее общими являют­ся два правила:

Рис. 30
Накопление газа в поплавке:

1 – рост культуры со­провождается обра­зо­­ванием газа;
2 – газ не образуется.

Наиболее простыми и общедоступными для установле­ния способности дрожжей к сбраживанию сахаров являют­ся методы:

Для получения концентрации 2% (раффинозы 4–6%) отдельные сахара растворяют в разведенном в соотноше­нии 1:10 дрожжевом автолизате или в 0,5%-ном растворе дрожжевого экстракта. Использование в качестве раство­рителя дрожжевой воды не рекомендуется, поскольку она часто содержит значи­тельные количества трегалозы, ко­торая может сбра­живаться дрожжами.

Чтобы обнаружить изменение рН, к среде добавляют инди­катор – бромкрезоловый пурпурный – из расчета 2 см 3 1,6%-ного спиртового раствора на 1 л среды. При рН 6,8 индикатор имеет пур­пурный, а при рН 5,2 – желтый цвет. Можно использовать в такой же концен­трации бромтимоловый голубой, кото­рый при рН 6,0 желтого, а при рН 7,6 синего цвета.

С использованием трубок Дунбара. Растворы сахаров разливают по трубкам Дунбара и автоклавируют 15 мин при 112°С. При этом в слепом колене труб­ки нередко образуются пузырьки возду­ха. Перед засевом, осторожно наклоняя трубку, их необходимо удалить. Посев производят культурами с сусло-агара или 0,1–0,2 см 3 суспензии клеток иссле­дуемых дрожжей. Инкубация длится от 24 ч до 10 суток.

О способности к сбраживанию сахара свидетельствует образование газа в закрытом колене трубки.

С использованием поплавков. Приготовленные раство­ры сахаров разливают по пробиркам на 1/2 объема, в ко­торые для определения газообразования опускают поплав­ки запаянным концом вверх (трубочки, диаметром 5–7 мм, длиной 35–45 мм, запаянные с одного конца). Горлышко пробирки закрывают большим пальцем и, осторожно пе­реворачивая, заполняют поплавок жидкой средой. Про­бирки закрывают ватно-марлевыми пробками и автоклавируют 20 мин при 0,1 МПа. После автоклавирования сре­да из поплавков вытесняется, но по мере охлаждения поплавки снова заполнятся.

Посев производят культурами с сусло-агара или 0,5–1,0 см 3 суспензии клеток иссле­дуемых дрожжей.

При необходимости соблюдения анаэробных условий инкубирования, после посева поверхность среды залива­ют стерильным парафином, стерильным вазелиновым мас­лом или их стерильной смесью 1:1.

Инкубация длится от 24 ч до 10 суток.

О способности к сбраживанию данного углевода сви­детельствует газообразование и вытеснение питательной среды из поплавка.

Посев в столбик полужидкого агара. В приготовлен­ные растворы сахаров вносят 0,5% агара, 0,3% дрожже­вого автолизата, кипятят до полного растворения, разли­вают в пробирки на 1/2 объема, автоклавируют 20 мин при 0,1 МПа. Из автоклава пробирки переносят в штатив и выдерживают вертикально до полного охлаждения.

Посев производят бактериологической иглой уколом до дна пробирки культурами с сусло-агара или суспензии клеток исследуемых дрожжей.

При необходимости соблюдения анаэробных условий инкубирования после посева поверхность среды заливают стерильным парафином, стерильным вазелиновым маслом или их стерильной смесью 1:1.

Инкубация длится от 24 ч до 10 суток.

О способности к сбраживанию данного углевода сви­детельствует газообразование и разрывы столбика полужидкого агара. Для учета полученных результатов мож­но использовать таблицу 13.

Показатели роста исследуемых культур дрожжей на средах с углеводами и спиртами

Микроорганизмы характеризуются неодинаковой спо­собностью использовать различные углеводы и спирты в качестве единственных источников углерода и энергии. Перечень сахаров и других органических соединений, спо­собность к сбраживанию (либо ассимиляции) которых оп­ределяют при идентификации дрожжей, включает:

Трисахариды

* Используются в тестах как на ассимиляцию, так и на брожение.

Возможные варианты сбраживания раффинозы дрожжами

Рис.31
Структура молекулы раффинозы

Из перечисленных углеводов специального рассмотре­ния требует раффиноза, поскольку этот трисахарид мо­жет по-разному сбраживаться дрожжами: полностью, на 2/3 или же на 1/3 молекулы, что учитывается при иден­тификации (табл. 14). О том, насколько полно и каким образом сбраживается раффиноза исследуемыми дрожжа­ми, можно судить по способности к сбраживанию саха­ров, входящих в состав молекулы раффинозы (рис. 31), или определением остаточных сахаров в среде.

12.3. ИЗБИРАТЕЛЬНОЕ СБРАЖИВАНИЕ ГЛЮКОЗЫ И ФРУКТОЗЫ

Известно, что в присутствии смеси глюкозы и фруктозы, такой как инвертный сахар, дрожжи сбражива­ют прежде всего глюкозу и после этого поглощают фрукто­зу. Но неко­то­рые дрожжи ведут себя по-другому. При расче­те процентного содержания сброженной глюкозы, когда 50% фруктозы уже сброжено, различают три категории дрожжей:

12.4. ЗИМАЗНАЯ, ИНВЕРТАЗНАЯ И МАЛЬТАЗНАЯ АКТИВНОСТЬ

Зимазная, инвертазная и мальтазная актив­ность – основные с технологической точки зрения пока­затели ферментативной активности дрожжей.

Например, для оценки качества хлебопекарных дрож­жей приняты показатели ферментативной активности, представленные в таблице 15.

12.4.1. ГАЗОМЕТРИЧЕСКИЙ СПОСОБ

По скорости сбраживания дрожжами глюкозы, са­харозы и мальтозы определяют соответственно зимазную, инвертазную и мальтазную активность, выражае­мую во времени, необходимом для выделения 10 см 3 СO₂ из 5%-ного раствора сахара. Для определения пользуются микрогазометром системы Елецкого (см. рис. 32), изготов­ляемым на месте.

Прибор состоит из стаканчика 1 и манометрической крышки, соединяемых при помощи шлифованной поверх­ности. Диаметр стаканчика (внутренний) равен 50 мм, высота – 60 мм. Манометрическая крышка состоит из чашки 2 диаметром (внешний) 50 мм, высотой 25 мм и изме­рительной трубки 3 высотой 250 мм и внутренним диаметром 8–10 мм. В мано­метрической крышке имеется изогнутая газоотводная трубка 4 внутренним диамет­ром 3 мм с трехходовым краном 5, при помощи которого газо­отводная труба сое­ди­няется как с внутренней камерой га­зо­ме­ра – стаканчиком, так и с внешней средой.

Перед началом работы в мано­метри­ческую крышку заливают насыщенный раствор поваренной соли, подкра­шенный метиленовым синим. Раствор наливают до осно­вания измерительной трубки, и этот уровень принимают за ноль, все шлифы смазывают вазелином.

Подставив это значение в формулу, получим

0,5 г прессованных товарных дрожжей, или отпрессо­ванных на воронке, или снятых с поверхности плотной агаризованной среды, помещают в стаканчик прибора, заливают 10 см 3 водопроводной воды температурой 35°С и размешивают. К полученной суспензии добавляют 10 см 3 10%-ного раствора сахара (глюкозы, сахарозы или маль­тозы) и быстро закрывают стаканчик манометрической крышкой, предварительно переведя трехходовой кран 5 в положение А. Затем кран переводят в положение Б для выравнивания давления внутри прибора с атмосферным давлением. После этого кран переводят в положение В и прибор помещают в термостат при температуре 35°С, за­секают время и наблюдают за прибором, пока не выделит­ся 10 см 3 диоксида углерода и жидкость в измерительной трубке не поднимется на соответствующую высоту. Вре­мя, затраченное на выделение 10 см 3 газа, выраженное в минутах, называют зимазной, инвертазной или мальтазной активностью при использовании соответственно глю­козы, сахарозы или мальтозы.

После окончания анализа кран на газоотводной труб­ке переводят в положение Б, чтобы жидкость в трубке опустилась, и разъединяют манометрическую трубку и стаканчик. Из стаканчика выливают жидкость, ополас­кивают его водой и вытирают досуха.

12.4.2. МАНОМЕТРИЧЕСКИЙ СПОСОБ***

Для определения ферментативной активности предла­гается прибор (см. рис. 22), состоящий из колбы (100–120 см 3 ), газоотводной трубки с краном и чувствительно­го манометра (медицинский, для измерения артериально­го давления).

Перед началом работы измерить объем используемой колбы до нижнего края тщательно притертой резиновой пробки и объем проходящей через пробку газоотводной трубки. Для этого заполнить колбу и трубку водой, а за­тем измерить объем вместившейся жидкости мерным ци­линдром. Полученную величину нанести на колбу и в даль­нейшем использовать как «постоянную».

В колбу поместить 0,5 г прессованных дрожжей, за­лить 10 см 3 водопроводной воды температурой 35°С и раз­мешать до однородной суспензии. Затем добавить 10 см 3 5%-ного раствора сахара (глюкозы, сахарозы или мальто­зы) и закрыть колбу резиновой пробкой с газоотводной трубкой, соединенной с манометром. Для уравнивания давления в колбе с атмосферным давлением извлечь под­вижную часть краника и сразу поместить его на место, тщательно притерев и совместив отверстия. Подготовлен­ный таким образом прибор поместить в термостат при 35°С (308 К) и регистрировать время, за которое стрел­ка мано­метра достигнет необходимой отметки, соответствующей 10 см 3 выделенного углекислого газа.

Величину давления в определенном ранее объеме ис­пользуемой колбы определить по уравнению Менделеева-Клапейрона:

где т – масса газа; М = 44 г; р = 700 мм рт. ст.; R = 62 360 мм рт. ст./моль К; V = 10 см 3 ;
Т = 308 К.

Таким образом, установлено, что в состоянии реаль­ного газа масса 10 см 3 диоксида углерода равна 0,016 г.

Для приведения давления газа в условия эксперимен­та формулу (1) преобразовали

где р_х – показание манометра; m = 0,016 г; R = 62 360 мм. рт. ст./моль К; Т = 308 К;
V_х = 104 см 3 ; М = 44 г.

Значение V_х определяется вычитанием объема дрож­жевой суспензии (20,5 см 3 ) из обще­го объема в системе (124,5 см 3 ). Тогда

где р_х – давление, создаваемое газом массой 0,016 г и объ­емом 10 см 3 в используемом объеме V_х при температуре Т.

При условии, что в дальнейшей работе значения R, М и т будут использоваться как «постоянные», получится формула

На основании произведенных расчетов установлено, что, используя прибор с постоянным свободным объемом (в при­веденном примере – 104 см 3 ), остается лишь реги­стриро­вать время, за которое стрелка манометра достигнет необ­ходимой отметки (в при­веденном примере – 67 мм рт. ст.).

Если за единицу измерения будет принят 1 Па, данная формула будет представлена как:

12.5. ПРОДУКТЫ БРОЖЕНИЯ

При брожении наряду с этиловым спиртом и углекислым газом образуется ряд побочных и вторичных продуктов. Эквивалентность между глицерином (Г) и сум­мой других вторичных продуктов: уксусной кислоты (У), янтарной кислоты (Я), 2,3-бутан­диола (Б), ацетоина (А), остаточного свободного ацетальдегида (Э) – с коэффици­ентом при каждом из них, выведенным из химического уравнения, установлена аналитически.

Предложено уравнение, вытекающее из баланса спир­тового брожения Нейберга:

5Я + 2У + Б + 2А + Э = Σ £ Г.

Это уравнение эквивалентности (Σ от 0,8 до 1,0) под­тверждается для всех дрожжей, имеющих только бродильный тип обмена веществ. Для других групп дрожжей это отношение действительно только в условиях абсолютного анаэробиоза и не подходит для среды с доступом воздуха.

Для характеристики рас дрожжей, особенно промыш­ленного назначения, необходимы сведения об образова­нии ими продуктов брожения, имеющих весьма важное значение в формировании конечного продукта.

12.6. ПОТРЕБНОСТЬ В ВИТАМИНАХ

Способность дрожжей синтезировать все необ­ходимые для роста витамины или потребность в наличии каких-либо из них в среде используют при идентифика­ции видов в качестве дополнительных характеристик. Нельзя недооценивать и технологическое зна­чение этого фактора.

В некоторых случаях потребность в определенных ви­таминах присуща всем предста­вителям рода. Например, все виды Hanseniaspora, Kloeckera нуждаются в инозите и пантотеновой кислоте. В других родах зависимость по каким-либо витаминам или способ­ность расти на безвита­минной среде характерны для отдельных видов или даже разно­видностей. Наиболее часто дрожжи нуждаются в обеспечении биотином и тиамином.

Постановка теста на способность к росту в среде без витаминов (см. табл. 6) и определение их значения как факторов роста осуществляются аналогично постановке тестов на способность к ассимиляции источников углеро­да. Поскольку дрожжи способны накапливать в клетках значительные количества витаминов, для приготовления инокулята в данном тесте используют культуры дрожжей, предварительно выращенные в без­витаминной среде.

Интенсивность брожения или накопления биомассы на жидких и плотных средах свидетельствует о значении данного витамина как фактора роста для исследуемой культуры дрожжей. Медленный и слабый рост на безви­таминной основе рассматривают как неспособность иссле­дуемых организмов синтезировать все необходимые для роста витамины.

Для всех видов дрожжей, использующихся в промыш­ленности, характерна специфи­ческая потребность в том или ином факторе роста: мезоинозит, биотин, пиридоксин, тиамин, пантотеновая кислота, никотинамид, парааминобензойная кислота.

Для исследований используется безвитаминная среда.

Для анализа опытов используют нефелометрирование, или подсчет клеток в счетных камерах, а также взвеши­вание хорошо укупоренных пробирок.

В результате получают данные как по скорости роста и накопления биомассы, так и по скорости и пределу сбра­живания сахара.

В результате построения витаминограмм можно ото­брать тест-культуры для определения того или иного фак­тора роста – витамина.

12.7. РОСТ НА СРЕДАХ С ПОВЫШЕННЫМ ОСМОТИЧЕСКИМ ДАВЛЕНИЕМ

Под осмотической устойчивостью понимают приобретенную способность некоторых рас и культур дрож­жей сохранять ферментативную активность в средах с от­носительно высоким осмотическим давлением. Это свой­ство следует отличать от осмофильности, которая являет­ся генетически закрепленным признаком отдельных родов и видов дрожжей, обитающих в специфических экологи­ческих условиях. *** При этом следует понимать, что дрож­жи, устойчивые к высоким осмотическим давлениям, соз­даваемым в среде глюкозой, не всегда так же устойчивы к давлениям, создаваемым солями.

Определить способность культуры сохранять свою жизнедеятельность в средах с высоким осмотическим давлением важно не только для выделения и идентифи­кации осмофильных дрожжей. Данный показатель имеет значение при выборе рас, используемых в производстве хлебопекарных дрожжей, как фактор, влияющий на стой­кость готовой продукции и ее технологические особенно­сти. Кроме того, в последние годы в селекции пивных и спиртовых рас все большее внимание уделяют осмотиче­ской устойчивости, исходя из технологических и эконо­мических предпосылок.

12.7.1. ОТНОШЕНИЕ К КОНЦЕНТРАЦИИ ХЛОРИСТОГО НАТРИЯ

Устойчивость разных видов дрожжей к этому фактору заметно варьирует. Большую или меньшую чувствитель­ность дрожжей к концентрации соли оценивают по их спо­собности расти в среде, обеспечивающей хороший рост с 2,5 и 6,5% NaCl. Исследуют устойчивость чистой культу­ры дрожжей из лабораторной коллекции или выделенной из производственного либо природного субстрата.

Для этих целей можно использовать жидкие, полужид­кие и плотные среды.

На жидких средах.

Дрожжевой автолизат. 0,5 см 3

Среду разливают в пробирки и стерилизуют при 0,1 МПа. Через 6–10 суток после посева по помутнению среды или образованию осадка регистрируют рост микро­организмов и его интенсивность или отсутствие роста и делают заклю­чение о чувствительности изучаемого микроорганизма к концентрации хлористого натрия.

Концентрация соли, при которой еще регистрируется рост исследуемой культуры дрожжей, принимается за по­казатель ее галотолерантности.

На жидких средах с использованием поплавков. *** Приготовленные соле­содер­жащие среды разливают по пробиркам на 1/2–2/3 объема, в которые для определения газообразования опускают поплавки. Горлышко пробир­ки закрывают большим пальцем и, осторожно перевора­чивая, заполняют поплавок жидкой средой. Пробирки за­крывают ватно-марлевыми пробками и автоклавируют 20 мин при 0,1 МПа. После автоклави­рования среда из поплавков вытесняется, но по мере охлаждения поплав­ки вновь заполнятся.

Посев производят культурами с сусло-агара или 0,5–1,0 см 3 суспензии клеток исследуемых дрожжей.

При необходимости соблюдения анаэробных условий инкубирования после посева поверхность среды заливают стерильным парафином, стерильным вазелиновым маслом или их стерильной смесью 1:1.

Инкубация длится от 24 ч до 10 суток.

О способности исследуемой культуры дрожжей рас­ти при данной концентрации соли свидетельствует га­зообразование и вытеснение питательной среды из по­плавка.

Концентрация соли, при которой еще регистрируется рост исследуемой культуры дрожжей, принимается за по­казатель ее галотолерантности.

На полужидких средах. *** В жидкие фоновые среды (варианты 1 и 2) вносят 0,5% агара, кипятят до полного его растворения, разливают в пробирки на 1/2 объема, ав­токлавируют 20 мин при 0,1 МПа. Из автоклава пробир­ки переносят в штатив и выдер­живают вертикально до полного охлаждения.

Посев производят бактериологической иглой уколом до дна пробирки культурами с сусло-агара или суспензии клеток исследуемых дрожжей.

При необходимости соблюдения анаэробных условий инкубирования после посева поверхность среды заливают стерильным парафином, стерильным вазелиновым маслом или их стерильной смесью 1:1.

Инкубация длится от 24 ч до 10 суток.

О способности исследуемой культуры дрожжей расти при данной концентрации соли свидетельствует газообра­зование и разрывы столбика полужидкого агара.

Концентрация соли, при которой еще регистрируется рост исследуемой культуры дрожжей, принимается за по­казатель ее галотолерантности.

На плотных средах. В жидкие фоновые среды (вари­анты 1 и 2) вносят 2,5% агара, кипятят до полного его растворения, переливают в коническую колбу на 1/2 объ­ема, закрывают ватно-марлевой пробкой и автоклавируют 20 мин при 0,1 МПа. Сразу после автоклавирования разливают в заранее приготовленные стерильные высу­шенные чашки Петри. Когда агар полностью застынет, чашки необходимо подсушить.

Посев производят бактериологической петлей или шпа­телем Дригальского культурами с сусло-агара или суспен­зии клеток исследуемых дрожжей.

Объем инокулята должен предполагать обязательное получение изолированных колоний после инкубации, что позволит не только выявить наличие или отсутствие рос­та при определенной концентрации соли, но и определить возможное влияние на культуральные свойства, т. е. на состояние клеточной массы. ***

Инкубация длится от 24 ч до 10 суток.

При учете результатов регистрируют наличие или от­сутствие роста дрожжей, его интенсивность и возможные отклонения в структуре колоний от таковых на контроль­ной среде.

Концентрация соли, при которой еще регистрируется рост исследуемой культуры дрожжей, принимается за по­казатель ее галотолерантности.

По разнице в подъемной силе. На технических весах берут две навески испытуемых дрожжей по 0,31 г каж­дая. К первой навеске добавляют 4,8 см 3 водопроводной воды, нагретой до 35°С, тщательно размешивают с помо­щью шпателя или пестика в фарфоровой чашке или в ступ­ке, добавляют муку 85%-ного помола от 6,5 до 7,5 г (в за­висимости от ее влажности) и быстро замешивают тесто, придавая ему форму шарика, не прилипающего к рукам.

Технологические параметры осмотической устойчивости хлебопекарных дрожжей

Шарик опускают в стакан или цилиндр с водой при тем­пературе 32°С, засекают время и поддерживают эту тем­пературу до всплывания шарика.

Ко второй навеске добавляют 4,8 см 3 3,35%-ного рас­твора поваренной соли, нагревают до 35°С и далее посту­пают так же, как с первой навеской.

Время, затраченное на всплывание шариков (мин), умножают на коэффициент 3,5 и получают величину подъ­емной силы, определяемую стандартным способом.

Шарик, замешенный на воде без соли, всплывает бы­стрее. Разница в подъемной силе дрожжей в зависимости от осмотического давления среды, выраженная в мину­тах, характеризует осмоустойчивость, которую рассмат­ривают как косвенный показатель стойкости дрожжей.

Дрожжи с осмоустойчивостью в пределах 10–15 мин стойки при хранении и вполне пригодны для сушки.

Для прессованных хлебопекарных дрожжей в зависи­мости от их осмотической устой­чивости приняты показа­тели качества, указанные в таблице 16.

12.7.2. ОТНОШЕНИЕ К КОНЦЕНТРАЦИИ ГЛЮКОЗЫ

Стандартный метод. Готовят среду следующего состава.

Среду кипятят до полного растворения агара, автоклавируют 15 мин при 112°С и разливают по чашкам.

Посев на чашки производят бактериологической пет­лей или шпателем Дригальского культурами с сусло-ага­ра или суспензии клеток исследуемых дрожжей.

Объем инокулята должен предполагать обязательное получение изолированных колоний после инкубации, что позволит не только выявить наличие или отсутствие рос­та при определенной концентрации глюкозы, но и опре­делить возможное влияние на характер колоний, т. е. на состояние клеточной массы. ***

Инкубация длится от 24 ч до 10 суток.

Концентрация глюкозы, при которой еще регистриру­ется рост исследуемой культуры дрожжей, принимается за показатель ее осмотической устойчивости.

Основным недостатком метода можно считать обиль­ное вытеснение сиропа на поверхность застывшего агара при высоких концентрациях сахара. Это исключает воз­можность получения изолированных колоний и их харак­теристики. ***

В полужидком глюкозно-дрожжевом агаре. *** Пита­тельная среда включает следую­щие ингредиенты.

Дрожжевой автолизат. 0,5 см 3

Среду кипятят на медленном огне до полного раство­рения агара, разливают в пробирки высоким столбиком и стерилизуют при 0,1 МПа в течение 20 мин.

Полученный таким образом полужидкий агар засты­вает однородной массой, и независимо от концентрации глюкозы на поверхности среды нет капель вытесненного сиропа.

Посев исследуемой культуры производят бактериоло­гической иглой глубоким уколом до дна пробирки.

При необходимости соблюдения анаэробных условий инкубирования после посева поверхность среды заливают стерильным парафином, стерильным вазелиновым маслом или их стерильной смесью 1:1.

Инокулированные среды инкубируют при 30°С в тече­ние 7 дней.

Наличие роста регистрируют по образованию пузырьков газа и разрывам питательной среды по всей длине укола.

При учете результатов отмечают наибольшую концен­трацию глюкозы, при которой еще регистрируется рост, и принимают ее за показатель осмотической устойчивости исследуемой культуры дрожжей.

12.8. ОТНОШЕНИЕ К ТЕМПЕРАТУРЕ

12.8.1. ОПРЕДЕЛЕНИЕ ОПТИМАЛЬНОЙ ТЕМПЕРАТУРЫ ДЛЯ РОСТА

В последние годы способность дрожжей к рос­ту при определенных температурах все чаще вводят в ключи в качестве дифференцирующего признака. Подав­ляющее большин­ство дрожжей, имеющих технологиче­ское значение, относится к мезофилам. Однако опти­маль­ная температура для роста микроорганизмов этой группы имеет достаточно широкий диапазон. Поэтому необходи­мо определить температуру, обеспечивающую физиоло­гически сбалансированный рост изучаемой культуры. Для этого штрихом бактерио­логической петлей или сплошным посевом шпателем Дригальского засевают в двух повто­рениях плотные питательные среды в чашках Петри или скошенные в пробирках. Посевы помещают в термостат с температурой 15, 20, 25, 30, 35, 40, 43, 45 и 48°С. Для низовых пивных дрожжей температурный интервал сле­дует устанавливать в пределах технологических требо­ваний.

В зависимости от скорости роста через 3–5–7 суток от­мечают интенсивность роста исследуемого организма ви­зуально по 4-балльной шкале: «0» – отсутствие роста, «+» – слабый рост, «++» – хороший рост, «+++» – очень хороший рост.

После первого пассажа проводят второй пассаж, с той лишь разницей, что для каждой температуры посевным материалом служат клетки соответствующего предыдуще­го пассажа. Чашки вновь помещают в термостаты с раз­личной температурой и через 3–5–7 суток отмечают рост и его интенсивность. Количество пассажей определяется исследователем, но, как правило, проводят три пассажа. Температура, при которой исследуемая культура дает оди­наково интенсивный рост (без изменения культуральных признаков *** ) в как минимум трех пассажах считается оптимальной.

Интенсивность роста исследуемых дрожжей в зависимости от температуры

Для записи результатов наблюдений можно использо­вать таблицу 17.

На основании полученных результатов делают вы­вод об оптимальной температуре для роста изучаемой культуры.

При определении температуры, оптимальной для рос­та представителей психрофилов или термофилов, исполь­зуют другие диапазоны температур: соответственно от –5 до 20° и от 50 до 80°С.

12.8.2. ХОЛОДО- И ТЕРМОУСТОЙЧИВОСТЬ ДРОЖЖЕЙ

Брожение сусла при температурах ниже 10°С и выше 30°С часто заканчивается недо­бродом, т. е. неполным сбра­живанием сахаров сусла. Для сбраживания сусла при низ­ких и высоких температурах целесообразно применять холодо- и термоустойчивые расы дрожжей.

Для отбора холодоустойчивых культур изучают бро­дильную способность (скорость и полноту сбраживания 18–20% сахаров в сусле) при температуре 7–10°С и отбирают те расы, которые начинают размножаться и сбраживают сусло быстрее и полнее других. При температуре 30–35°С этими дрожжами сбраживается лишь около 50% сахаров.

Для отбора термоустойчивых культур изучают бро­дильную способность при темпе­ратуре 30–35°С и отбира­ют те расы дрожжей, которые начинают размножаться и сбра–живать сусло быстрее и полнее других при этой тем­пературе.

Методика постановки опытов и контроль за ходом бро­жения описаны в п. 13.2.

Для получения более объективной информации сле­дует использовать микро­скопические методы оценки ка­чественных и количественных параметров состояния ис­следуемых культур дрожжей. ***

Кроме того, важным показателем физиологического состояния исследуемой культуры и возможности ее тех­нологического использования могут служить образующие­ся в данных температурных условиях продукты брожения и степень отличия их количества от таковых при оптималь­ном температурном режиме. Для этого можно использо­вать формулу

5Я + 2У + Б + 2А + Э = Σ £ Г,

Целесообразно при отборе новых холодо- и термовы­носливых рас дрожжей в качестве контроля брать музей­ные расы, обладающие этими свойствами.

12.9. СПИРТООБРАЗУЮЩАЯ СПОСОБНОСТЬ. КРИВЫЕ БРОЖЕНИЯ

Спиртообразующую способность оценивают по максимальному количеству спирта, которое могут обра­зовать расы при сбраживании высокосахаристого сусла.

По окончании брожения определяют содержание спир­та пикнометрическим методом, флотационным методом или окислением спирта бихроматом.

12.10. СПИРТОУСТОЙЧИВОСТЬ

Известно, что этиловый спирт действует ток­сично на все дрожжевые расы, но его ингибирующая кон­центрация варьирует в широком диапазоне. Присутствие в сусле незначительных количеств спирта оказывает сла­бое стимулирующее действие на размно­жение клеток. Но с увеличением концентрации спирта до 1,5–2,0% размно­жение клеток тормозится, а при 5,0% прекращается пол­ностью. Токсические свойства этого соединения есть ре­зультат нарушения пористости и проницаемости клеточ­ной мембраны, что, естес­твенно, приводит к проблемам транспорта питательных веществ и дефициту доступной цитоплазме воды.

Сложность механизмов устойчивости дрожжевых кле­ток к этиловому спирту подтверждается и тем фактом, что выявлено более 250 генов, участвующих в этом процессе.

12.10.1. СТАНДАРТНЫЙ МЕТОД

В большинстве случаев расы, обладающие высокой спиртообразующей способностью, являются и спиртоустойчивыми. Под спиртоустойчивостью следует пони­мать способ­ность рас проявлять жизнедеятельность при высоких концентрациях спирта в среде.

Для определения спиртоустойчивости рас дрожжей готовят разводки исследуемых рас на стерильной среде, содержащей 10–11% спирта и 2% глюкозы при темпера­туре 25°С. Через 5 суток разводку каждой расы дрожжей вносят в количестве 1% в пропасте­ризованную или автоклавированную среду, содержащую 15% спирта и 2% глю­козы. Посев выдерживают при температуре 25°С и отме­чают, на какие сутки в среде дрожжи размножились и начали бродить. О положительном результате свидетельст­вуют помут­нение среды и газообразование.

Наиболее спиртоустойчивыми являются расы дрож­жей, ранее других размножившиеся и забродившие в сре­де с 15% спирта, наименее спиртоустойчивые расы в та­кой среде не размножаются и не бродят.

Опыты удобно ставить в пенициллиновых флаконах, закрытых резиновыми пробками.

12.10.2. МЕТОД СЕРИЙНЫХ РАЗВЕДЕНИЙ ***

Инкубирование чистой культуры исследуемой расы дрожжей проводится в приборе, представляющем собой стеклянную бутылку с герметично закрывающейся трех­ходовой крышкой, исключающей испарение спирта при брожении. В сосуд наливается жидкая питательная сре­да и помещается стеклянный поплавок для последую­щей регистрации газообразования. Поплавок заполня­ется жидкой средой, прибор закрывается пробкой через марлевую салфетку и автоклавируется при 0,1 МПа в течение 20 мин.

В качестве субстрата используется глюкозно-дрожжевая среда, содержащая 5% глюкозы и 0,3% дрожжевого автолизата.

Далее в остывшую до комнатной температуры среду внести суточную сусло-культуру исследуемых дрожжей и этиловый спирт. Количество спирта должно соответство­вать серии разведений от 10,0 до 14,0% и более (при необ­ходимости) с шагом 0,5%. В контрольную пробу спирт не вносить.

Жидкая питательная среда, дрожжевая взвесь и эти­ловый спирт дозируются точно в соответствии с произве­денными расчетами заданной концентрации спирта.

После составления питательной среды бутылки плот­но закрыть и для исключения ошибки дополнительно по­крыть резиновыми колпачками.

Инокулированные дрожжевой взвесью спиртосодер­жащие среды поместить в термостат при 30°С и инкубиро­вать в течение 72 ч, регистрируя результаты каждые 24 ч.

Результаты брожения учитывать по четырехкрестной системе, регистрируя объем жидкости, вытесненной из поплавка углекислым газом.

Показателем спиртоустойчивости считать наиболь­шую концентрацию спирта, при которой еще регистриру­ются признаки брожения.

Для подтверждения результатов бродильной пробы по истечении 72 ч инкубации производятся посевы на сусло-агар из образцов с минимальным отрицательным резуль­татом и выше.

Высокие концентрации этилового спирта в среде могут оказывать на дрожжевую клетку микостатическое действие, приводящее к остановке метаболических реакций брожения, но не к гибели клетки. Микоцидные концентрации этило­вого спирта превы­шают концентрации микостатические.

Правило креста. Правило смешивания растворов для получения заданной концен­трации. Для получения рас­твора заданной концентрации из двух растворов пользу­ются следующей схемой:

где С – необходимая концентрация смеси, С₁ – концентра­ция раствора и A₁ – весовые количества раствора более вы­сокой концентрации, С₂ – концентрация раствора и A₂ – весовое количество раствора более низкой концентрации.

П р и м е р. Из спирта крепостью 80% необходимо по­лучить 50%-ный спирт. Как видно из схемы, для этого к 50 весовым частям 80%-ного спирта прибавляют 30 весо­вых частей воды.

12.11. КИСЛОТОУСТОЙЧИВОСТЬ

В годы, неблагоприятные для вызревания ви­нограда, отдельные его партии могут поступать на пере­работку при величине рН сусла 2,5–2,9. Имеются наблю­дения, что не все расы дрожжей могут полностью сбро­дить сахар в сусле с такой низкой кислотностью. Чтобы получить полностью выброженные высококислотные виноматериалы, рекомен­дуется применять кислотоустойчи­вые расы дрожжей.

Кроме того, одним из технологических приемов, пре­дупреждающих инфицирование субстрата посторонней микрофлорой, является подкисление среды органически­ми или неорганическими кислотами. Важным при этом является использование рас, сохраня­ющих свои техноло­гические свойства в кислой среде.

Нижняя граница рН устанавливается в соответствии с отраслевыми и техно­логи­ческими особенностями.

Для отбора кислотоустойчивых культур для виноде­лия необходимо определять их бродильную способность в сусле с величиной рН 2,6 и содержанием сахаров 18% при температуре 25–27°С. При отсутствии в лаборатории сус­ла с такими кондициями его можно получить подкислением 10%-ным раствором винной кислоты и разбавлени­ем водой обычного сусла с более высокой концентрацией сахаров и меньшей кислотностью.

Отбирают те расы дрожжей, которые начинают раз­множаться и сбраживают сусло быстрее и полнее других. В конце брожения необходимо определить остаточные са­хара, чтобы убедиться в полном выбраживании их в сусле с рН 2,6 отобранной культурой.

Методика постановки опытов и контроль за ходом бро­жения описаны в п. 13.2.

Изменив сбраживаемый субстрат, температурный ре­жим инкубации и величину рН, описанный метод можно применить для исследования кислотоустойчивости дрож­жей, используемых в других отраслях промышленности.

Предельно допустимые концентрации кислот для пивных дрожжей

Установлено, например, что через 24 ч пивные дрож­жи погибают при концентрациях кислот, указанных в таблице 18.

12.12. ФЛОКУЛЯЦИЯ

Большое значение имеет способность дрожжей к оседанию, во многом определяемая их флокуляционной способностью. От этого свойства дрожжей зависят степень сбражи­вания, осветление продукта, редукция диацетила и т. д.

Способность дрожжей к флокуляции определяют по скорости оседания и величине осадка за определенный период.

12.12.1. ОПРЕДЕЛЕНИЕ ФЛОКУЛЯЦИОННОЙ СПОСОБНОСТИ

Метод позволяет выявить различия между хлопьевид­ными и пылевидными дрожжами.

Суспензия хлопьевидных дрожжей быстро разделя­ется на два слоя и уже через 10 мин образуется осадок, который постепенно уменьшается благодаря уплотнению. У пылевид­ных дрожжей осадок образуется лишь через 30 мин и со временем увеличивается за счет дополнитель­ного оседания взвешенных клеток (рис. 33).

Метод Иошида. Дрожжи из расчета 2–3 млн клеток в 1 см 3 вносят в 250 см 3 пивного сусла с концентрацией сухих веществ 8% и культивируют 2 суток при 25°С.

Рис. 33

Характер образования осадка у дрожжей:

а – хлопьевидных; б – пылевидных.

Сбраживаемое сусло тщательно перемешивают и по 10 см 3 вносят в бутылки диа­метром 6 см, содержащие по 190 см 3 стерильного охмеленного сусла. Культивирование про­во­­дят при 11°С. Каждые сутки в бутылках измеряют опти­ческую плотность сбраживаемой жидкости на глубине 3 см от поверхности при λ = 630 нм и видимый или действи­тельный экстракт.

Строят график: по оси ординат откладывают оптиче­скую плотность, а по оси абсцисс – видимый или дейст­вительный экстракт. Полученная кривая характеризует флокуля­ционную способность дрожжей.

С точки зрения технологии следует обратить внима­ние на следующие параметры, характеризующие специ­фику процесса флокуляции:

По способности флокулировать пивные дрожжи сгруп­пированы в четыре класса:

Для производства пива низового брожения или лагер­ного пива используют штаммы дрожжей, относящиеся к 1-му и 2-му классу флокулирующих дрожжей. Способность дрожжей к флокуляции определяют любым из вышепере­численных методов. Согласно методу Хельма, хорошо фло­кулирующие дрожжи полностью оседают в растворе аце­татного буфера через 10 мин, в то время как пылевидные дрожжи – через 60 мин. При использовании метода, пред­ложенного чешскими специалистами, дрожжи, имеющие высокую флокуляционную способность, образуют осадок высотой 25–36 мм в стандарт­ном объеме физиологическо­го раствора в течение 12 мин.

12.13. ОБРАЗОВАНИЕ МИЦЕЛИЯ

Образование мицелия и псевдомицелия изуча­ют на кукурузном или картофельно-глюкозном агаре ме­тодом пластинок, или культур на стекле (slide-culture).

Картофельно-глюкозный агар. 100 г промытого, очи­щенного и измельченного картофеля вымывают в 300 см 3 водопроводной воды в течение нескольких часов на холо­де. Массу фильтруют через ткань и автоклавируют в тече­ние 1 ч при 121°С. Для приго­товления агаровой среды к 230 см 3 этой жидкости добавляют 770 см 3 водопроводной воды, 20 г глюкозы и 20 г агара и стерилизуют в автокла­ве 15 мин при 112°С.

Приготовление препаратов. Расплавленную среду на­ливают в чашки Петри и в нее, зажав пинцетом, опускают и быстро вынимают стерильные предметные стекла. По­крытые пленкой агара стекла помещают на U-образную стеклянную подставку в другой чашке Петри и оставляют до полного застывания среды.

Посевы делают тонкими штрихами – по три на каж­дой пластинке параллельно короткой стороне стекла или по одному вдоль длинной стороны стекла. Стерильные покровные стекла накладывают на штрихи так, чтобы под ними не было пузырьков воздуха и чтобы часть штриха осталась непокрытой. На дно чашки наливают стериль­ную воду во избежание пересыхания слоя агара на пла­стинке.

Через 6–8 дней инкубации при 25°С стекла вынимают и, предварительно очистив их нижнюю поверхность от ага­ра, помещают на столик микроскопа для наблюдений. На таких препаратах не нарушается естественное расположе­ние клеток псевдомицелия, бластоспор или артроспор.

Образование мицелия и псевдомицелия наблюдают в анаэробных (под покровным стеклом) и в аэробных (вне стекла) условиях.

Так как на практике зачастую бывает трудно отличить ложный мицелий от истинного, особенно в культурах, где есть и почкование, и деление, то следует обращать внима­ние на следующее (рис. 34):

Рис. 34

Различия между истинным (а) и ложным (б) мицелием

12.14. ОПРЕДЕЛЕНИЕ ФЕНОТИПОВ: КИЛЛЕР, НЕЙТРАЛЬНЫЙ, ЧУВСТВИТЕЛЬНЫЙ

При описании различий между расами дрож­жей сообщается о том, что все дрожжи Saccharomyces при­надлежат к одному из трех фенотипов: киллер (К), ней­тральный (N) или чувствительный (S).

Применение рас дрожжей определенных фенотипов (К, N или S) позволяет проконтро­лировать, в какой сте­пени чистая культура, внесенная в нестерильное сусло, способна овладеть средой. Для этого необходимо опреде­лить процентное содержание дрожжей фенотипов K, N, S в спонтанно сбраживаемом сусле (контроль) и в отстоян­ном сусле, забродившем при внесении в него разводки чис­той культуры дрожжей определенного фенотипа.

Техника определения фенотипов K, N, S состоит в сле­дующем.

В чашки Петри разливают агаризованное (1,5%) ви­ноградное сусло за 2–3 суток до использования, чтобы оно слегка подсохло и затем хорошо впитывало нанесенные на него дрожжевые суспензии.

Высушивать лучше в стерильном боксе под УФ-лампой в течение 3–5 ч, поставив перевернутое дно чашки на ребро ее крышки. ***

При работе на виноградном сусле для предотвращения гидролиза агара его 3%-ный водный раствор стерилизуют отдельно от сусла и смешивают при температуре 60–70°С в равных количествах.

Для лучшей контрастности зон подавления роста чув­ствительных культур в расплав­ленную среду можно до­бавлять перед розливом в чашки Петри стерильный 0,5%-ный водный раствор метиленового синего в количестве 1 см 3 на 200 см 3 среды.

Отдельную колонию штамма дрожжей, фенотип кото­рого необходимо определить, изолируют иглой с плотной питательной среды и примерно в равном соотношении пе­реносят на внутреннюю стенку пробирки с 0,5 см 3 стериль­ной водопроводной воды и уколом на чашку Петри с газо­ном культуры фенотипа S.

На одну чашку можно нанести в определенной после­довательности до 30 уколов исследуемых штаммов.

Стерильно готовят водные суспензии тех же колоний в пробирках с 0,5 см 3 водо­про­водной воды и на других чаш­ках Петри с сусло-агаром (без газона штамма фенотипа S). Делают петлей газоны исследуемых штаммов дрож­жей диаметром около 1,5 см. На них в центр наносят уко­лом штамм фенотипа К, предварительно выращенный на сусло-агаре. На одну чашку можно нанести газоны десяти исследуемых штаммов в той же после­довательности, что и на газоне штамма фенотипа S. Через 2 суток инкубации чашек Петри с посевами при температуре 25– 28°С опре­деляют фенотипы штаммов.

Если вокруг колоний образовались зоны на газоне чувствительного штамма, то штаммы идентифицируют­ся как киллеры. Штаммы, на газонах которых киллер образует зоны, являются чувствительными, остальные – нейтральными.

В качестве тестеров (индикаторных культур) можно использовать киллер и чувствительные расы коллекци­онных культур S. vini.

Источник